结直肠癌中ctDNA技术的应用概述与前景展望
2022-10-13 18:31:00来源：医脉通阅读：12次
编辑：游士
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对于结直肠癌（CRC），由于循环肿瘤碎片（细胞、DNA和甲基化标记等）的大量脱落，液体活检策略在该疾病的诊断及疗效预测中具有巨大的应用潜力。已有多项前瞻性研究针对CRC中循环肿瘤DNA（ctDNA）技术的应用展开了探索，根据这些研究结果的启发与指导，目前，ctDNA技术已成为CRC患者临床管理中重要的生物标志物技术，可用于检测微小残留病灶（MRD）、监测早期复发、分析患者分子谱和预测治疗疗效等。近日，JOURNAL OF CLINICAL ONCOLOGY（IF：50.717）发表了一篇综述[1]，对ctDNA技术在CRC中的应用现状及未来前景进行了概述，医脉通编辑整理如下。
背景介绍
液体活检并非是一个新名词，早在1869年，Ashworth就描述了循环肿瘤细胞（CTC）的概念，并指出CTC可从肿瘤中脱落并进入血液[2]。历经一个多世纪的发展，液体活检的理念越来越清晰，应用也越来越广泛，特别是在近几年，CTC与ctDNA的相关信息正在呈指数级增长，其中尤以ctDNA为甚。
ctDNA技术 vs. 组织活检
作为实体瘤分子谱分析的金标准，组织活检在肿瘤的诊断与治疗中功不可没。但组织活检所固有的局限性限制了这一应用，而ctDNA技术在一定程度上避免了这些限制，具体包括以下方面：
组织取样
由于取样部位的选择以及肿瘤的病理学差异（如粘液性肿瘤），组织活检取样时可能无法顺利取得肿瘤组织，这增加了基于组织的二代测序（NGS）的失败率。
检测周期
液体活检的检测速度较快，检测周期较短，相较于NGS动辄数周的检测周期，ctDNA技术仅需7-10天的时间。
取样手段
组织活检的取样手段相比液体活检更具侵入性，对于部分患者，由于手术并发症等因素，组织活检取样并不可行[3]，而液体活检更为便捷的取样手段使得该策略更适合应用于患者的连续评估。
肿瘤内异质性及时间异质性
由于取样部位及检测时间的问题，组织活检无法避免肿瘤内异质性和时间异质性的干扰[4]，而这两种干扰由于与耐药性息息相关，已经引起了越来越多的关注[5]。
临床应用
如图1所示，目前ctDNA技术在临床中主要可用于MRD监测、转移性CRC中的疗效预测、获得性耐药的检测以及指导治疗再挑战等领域。
图1 ctDNA技术在CRC中的临床应用
MRD监测
在CRC中，MRD可指最小（minimal）、分子（molecular）或者可测量（measurable）的残留病灶，但其具体含义均为根治性手术后可检测到的ctDNA。ctDNA已成为预测患者复发风险的有力生物标志物，其半衰期短，从数分钟到数小时不等，可以更准确、更实时的反馈疾病状态[6]。多项研究提示，对于MRD阳性的患者，若不进行治疗干预，患者普遍会发生疾病复发。此外，MRD还可以作为持续性疾病的指标，若术后ctDNA持续为阳性且不进行治疗干预，则95%-100%的患者会在随访2年内发生疾病复发[7-9]。
最近有研究指出，MRD还为低风险患者提供了降低治疗强度的可能，即MRD阴性的患者或可不接受术后辅助治疗[10-13]，目前这一策略正在多项临床试验中进行评估。
对于接受根治性手术的患者，进行ctDNA检测的时间点非常重要。由于手术会干扰DNA基线水平，从而稀释ctDNA并降低测试灵敏度，因此研究者建议至少于手术后的2-4周进行ctDNA检测，并建议对未检出ctDNA的患者在手术后的前4周内进行重复检测，以避免假阴性的情况[14,15]。此外，有效的辅助治疗会使患者ctDNA水平迅速下降，因此在理想情况下，应于辅助化疗开始前进行MRD评估，并在辅助治疗完成后的至少2-4周再行评估，以实现对疾病的持续监测。
在CRC复发的早期监测领域，ctDNA也逐渐得到认可。根据现有的NCCN指南，CRC的复发监测主要依靠临床病史和检查、癌胚抗原（CEA）检测、影像学检查和肠镜检查等手段。这其中，CEA作为重要的肿瘤标志物，其敏感性较为有限，仅为约70%[9]，因此寻找更优秀的复发预测标志物势在必行。有研究显示，ctDNA可在影像学判定复发前的8.7个月预测CRC的复发，通过纵向ctDNA监测预测肿瘤复发情况同样具有更高的敏感性。研究者指出，对于ctDNA阳性但在常规横断面成像中未见疾病复发迹象的患者，可以考虑采用不同形式的成像方法寻找隐匿性复发的存在。
转移性CRC中的疗效预测
在转移性CRC的疗效预测中，较长的半衰期以及不佳的灵敏度和特异性极大限制了肿瘤标志物的作用，通常影像学手段在这一领域的应用更为普遍。但ctDNA正在逐渐成为这一领域的有力辅助工具，部分研究显示，ctDNA水平与肿瘤负荷存在相关性，且在治疗疗效的预测方面优于常规肿瘤标志物[16-18]。
而与化疗和/或靶向治疗的疗效预测相同，ctDNA的另一潜在临床应用是识别免疫治疗中的无应答患者。KEYNOTE-177研究显示，免疫治疗可延长高度微卫星不稳定（MSI-H）型CRC患者的无进展生存期（PFS），但仍有约30%的患者未对免疫治疗产生应答，在治疗早期利用ctDNA识别免疫治疗无应答患者，可使患者尽早接受化疗，从而改善预后。前瞻性II期临床试验INSPIRE研究针对这一应用进行了评估，研究纳入接受帕博利珠单抗治疗的94例患者，共涵盖25种实体瘤。研究人员对患者连续进行ctDNA评估，结果发现，在42%的患者中观察到肿瘤体积增加并伴随ctDNA水平升高，无应答预测准确率为100%[19]。
获得性耐药检测和治疗再挑战
肿瘤内异质性是对单病灶活检准确度的极大挑战，此外，由于获得性耐药可能发生于患者体内不同病灶中，因此通过重复肿瘤活检技术判断患者是否发生获得性耐药极为困难。ctDNA可通过无创的方式鉴别新发变异并追踪肿瘤的发展情况，进而提供更准确的耐药机制图谱。
这一策略在抗EGFR治疗的再挑战应用中得到了肯定。现有的研究表明，在抗EGFR治疗期间产生的获得性耐药性会随靶向治疗的停止应用而逐渐减少，这一现象被称为克隆衰变。CHRONOS试验[20]和CRICKET试验[21]对此进行了评估，结果显示，对于经ctDNA评估存在克隆衰变的患者，抗EGFR治疗再挑战分别获得了30%和21%的客观缓解率（ORR）。
ctDNA的应用局限与未来前景
尽管ctDNA已经受到了越来越多的关注和认可，但组织活检目前仍是实体瘤分子谱分析的金标准。首先，从技术角度来看，组织活检在检测基因融合等驱动基因时更为敏感，因为这种基因重排的片段较大。尽管ctDNA可以用于拷贝数变异的检测，但这一应用仅限于具有较大拷贝数扩增的患者，即便如此，基于肿瘤类型和负荷不同，在约15%的转移性肿瘤患者中依然无法检出足够的ctDNA[22]。
其次，从临床角度来看，由于血脑屏障和血腹膜屏障的存在，基于血液的ctDNA检测在存在脑转移或腹膜转移的CRC患者中的应用也较为有限，目前在脑脊液、腹水、胸腔积液等其他体液中进行ctDNA检测的策略正在设计中。此外，由于目前ctDNA技术存在多个平台，因此需要对不同平台的ctDNA分析结果进行标准化，并量化ctDNA测试结果与组织活检结果之间的关系，而这一流程目前尚未完全完善。
总之，ctDNA正成为CRC诊断与治疗中的有力工具，可参与分子谱分析、MRD检测、早期复发监测和治疗疗效预测等多个进程中，并在一定程度上影响未来的临床决策。例如，针对III期和高危II期CRC患者，若术后无MRD残留，临床医师或许可以选择仅对患者进行积极监测，而不进行辅助化疗，在后续检测到MRD存在时再进行治疗。
但需要重申的是，目前的ctDNA的各种平台各有优缺点以及不同的临床适应症，其检测结果需要结合临床进行解读与应用。对于患者，参加正在进行中的ctDNA相关临床试验，或可进一步推动该领域的发展，为ctDNA的临床应用提供重要的助力。
参考文献：
1. Malla M, Loree JM, Kasi PM, Parikh AR. Using Circulating Tumor DNA in Colorectal Cancer: Current and Evolving Practices. J Clin Oncol. 2022;40(24):2846-2857. doi:10.1200/JCO.21.02615
2. Ashworth TR: A case of cancer in which cells similar to those in the tumours were seen in the blood after death. Australas Med J 14:146-147, 1869
3. Overman MJ, Modak J, Kopetz S, et al: Use of research biopsies in clinical trials: Are risks and benefifits adequately discussed? J Clin Oncol 31:17-22, 2013
4. Popper HH: Commentary on tumor heterogeneity. Transl Lung Cancer Res 5:433-435, 2016
5. Morris LG, Riaz N, Desrichard A, et al: Pan-cancer analysis of intratumor heterogeneity as a prognostic determinant of survival. Oncotarget 7:10051-10063, 2016
6. Diehl F, Schmidt K, Choti MA, et al: Circulating mutant DNA to assess tumor dynamics. Nat Med 14:985-990, 2008
7. Tie J, Wang Y, Tomasetti C, et al: Circulating tumor DNA analysis detects minimal residual disease and predicts recurrence in patients with stage II colon cancer. Sci Transl Med 8:346ra92, 2016
8. Tie J, Cohen JD, Wang Y, et al: Circulating tumor DNA analyses as markers of recurrence risk and benefifit of adjuvant therapy for stage III colon cancer. JAMA Oncol 5:1710-1717, 2019
9. Reinert T, Henriksen TV, Christensen E, et al: Analysis of plasma cell-free DNA by ultradeep sequencing in patients with stages I to III colorectal cancer. JAMA Oncol 5:1124-1131, 2019
10. Bettegowda C, Sausen M, Leary RJ, et al: Detection of circulating tumor DNA in early- and late-stage human malignancies. Sci Transl Med 6:224ra24, 2014
11. Chakrabarti S, Peterson CY, Sriram D, et al: Early stage colon cancer: Current treatment standards, evolving paradigms, and future directions. World J Gastrointest Oncol 12:808-832, 2020
12. Wan JCM, Massie C, Garcia-Corbacho J, et al: Liquid biopsies come of age: Towards implementation of circulating tumour DNA. Nat Rev Cancer 17:223-238, 2017
13. Siravegna G, Marsoni S, Siena S, et al: Integrating liquid biopsies into the management of cancer. Nat Rev Clin Oncol 14:531-548, 2017
14. Henriksen TV, Reinert T, Christensen E, et al: The effect of surgical trauma on circulating free DNA levels in cancer patients—implications for studies of circulating tumor DNA. Mol Oncol 14:1670-1679, 2020.
15. Dasari A, Morris VK, Allegra CJ, et al: CtDNA applications and integration in colorectal cancer: An NCI Colon and Rectal–Anal Task Forces whitepaper. Nat Rev Clin Oncol 17:757-770, 2020
16. Diaz LA Jr, Williams RT, Wu J, et al: The molecular evolution of acquired resistance to targeted EGFR blockade in colorectal cancers. Nature 486:537-540, 2012
17. Siravegna G, Mussolin B, Buscarino M, et al: Clonal evolution and resistance to EGFR blockade in the blood of colorectal cancer patients. Nat Med 21:795-801, 2015
18. Parikh AR, Mojtahed A, Schneider JL, et al: Serial CtDNA monitoring to predict response to systemic therapy in metastatic gastrointestinal cancers. Clin Cancer Res 26:1877-1885, 2020
19. Bratman SV, Yang SC, Iafolla MA, et al: Personalized circulating tumor DNA analysis as a predictive biomarker in solid tumor patients treated with pembrolizumab. Nat Cancer 1:873-881, 2020
20. Sartore-Bianchi A, Pietrantonio F, Lonardi S, et al: Phase II study of anti-EGFR rechallenge therapy with panitumumab driven by circulating tumor DNA molecular selection in metastatic colorectal cancer: The CHRONOS trial. J Clin Oncol 39, 2021 (suppl 15; abstr 3506)
21. Cremolini C, Rossini D, Dell’Aquila E, et al: Rechallenge for patients with RAS and BRAF wild-type metastatic colorectal cancer with acquired resistance to first-line cetuximab and irinotecan: A phase 2 single-arm clinical trial. JAMA Oncol 5:343-350, 2019
22. Ma M, Zhu H, Zhang C, et al: “Liquid biopsy”—CtDNA detection with great potential and challenges. Ann translational Med 3:235, 2015